昆蟲表達體系是四大蛋白表達系統（原核細胞，酵母，昆蟲細胞，真核哺乳動物表達體系）之一。昆蟲表達系統的原理是通過將轉移載體中的表達組件轉座到大腸桿菌中增殖的桿狀病毒穿梭載體上，提取穿梭質粒DNA轉染昆蟲細胞后，得到的子代病毒即為重組病毒。將病毒上清侵染昆蟲細胞，獲得表達的重組蛋白。

昆蟲表達體系有很多優點：
1、具有糖基化，乙?；?，磷酸化作用等蛋白翻譯加工修飾；
2、易于操作。桿狀病毒基因組較小，分子生物學特性簡單；
3、昆蟲細胞懸浮生長，容易放大培養；
4、可表達較大的外源性基因而不影響本身增殖；
5、可以高效表達外源基因。

一、常見的蛋白表達系統
為了表達和純化目的蛋白，常見的蛋白表達體系包括大腸桿菌、酵母、昆蟲細胞、哺乳動物細胞表達系統和體外翻譯體系等，其中實驗室中比較常用的是大腸桿菌、昆蟲細胞和哺乳動物細胞表達細胞。大腸桿菌可以表達一些對于翻譯后修飾沒有什么要求的蛋白，操作最jian單便捷，適合低成本大量表達目的蛋白；昆蟲細胞可以表達一些需要簡單的糖基化修飾等的蛋白，操作比大腸桿菌復雜但比哺乳動物細胞要簡單一些，目的蛋白的表達純化的成本高于大腸桿菌但低于哺乳動物細胞；哺乳動物細胞適合表達需要復雜翻譯后修飾的蛋白，目的蛋白的表達純化的成本相對較高。體外翻譯系統大多用于蛋白翻譯的研究，僅在特殊情況下才會用于目的蛋白的表達和純化；酵母用于目的蛋白的表達和純化相對比較常見一些，其中獲得的蛋白的修飾程度和成本介于大腸桿菌和昆蟲表達系統之間。昆蟲或者哺乳動物表達系統，相當于把生物體作為了反應器，用于表達和純化所需的目的蛋白。
產品中包含了大腸桿菌蛋白表達純化系統、昆蟲細胞蛋白表達純化系統和哺乳動物蛋白表達純化系統。

提供的大腸桿菌蛋白表達純化系統主要采用pET系列質粒，轉化到BL21系列等菌株中，進行目的蛋白的表達，后續使用鎳柱或GST柱進行目的蛋白的純化。該系統不僅適合小量目的蛋白的表達純化，也適合較大量的目的蛋白的表達純化。

昆蟲蛋白表達純化系統，可以采用Bac-to-Bac桿狀病毒表達系統, 通過LipoInsect?轉染試劑感染Sf9等昆蟲細胞，最終通過鎳柱、GST柱等方法進行目的蛋白的表達和純化。Bac-to-Bac桿狀病毒表達系統是由Luckow等人于1993年發展的一種快速有效產生重組桿狀病毒的方法，也是到目前為止使用最為廣泛的昆蟲表達系統。

哺乳細胞表達系統包括小量目的蛋白的表達純化和大量目的蛋白的表達純化兩種。進行小量目的蛋白的表達純化時，通常可以采用pCMV等系列真核表達載體，使用脂質體或磷酸鈣等轉染試劑轉染細胞后，進行目的蛋白的表達，隨后可以采用目的蛋白抗體或所帶的標簽抗體進行免疫沉淀，也可以考慮采用鎳柱或GST柱進行目的蛋白的純化；進行大量目的蛋白的表達純化時，可采用Lipo293F?轉染試劑大量轉染293f細胞，從而實現大規模的蛋白表達與后續的純化。

二、昆蟲蛋白表達和純化系統

昆蟲桿狀病毒表達載體系統(Baculovirus Expression Vector Systems, BEVS)是一個二元系統。第一個部分是病毒感染的昆蟲宿主，通常是鱗翅目昆蟲細胞系，有時也可以是鱗翅目的昆蟲。第二個部分是桿狀病毒表達載體，其功能是將編碼目標蛋白的外源基因導入宿主細胞中、組裝桿狀病毒并進行目的蛋白的表達。

1.昆蟲細胞
鱗翅目昆蟲(Order Lepidoptera)包括蛾(moth)和蝴蝶(butterfly)，它們是桿狀病毒家族中多種病毒的宿主。目前已經建立了超過250種的昆蟲細胞株。桿狀病毒表達載體涉及的最chang用的鱗翅類昆蟲細胞株有兩個，其中一個是Sf9, 由Smith和 Summers在1987年亞克隆IPLB-SF-21而建立的。IPLB-SF-21細胞系是在1977年從草地貪夜蛾(又稱為秋天行軍蟲)蛹的卵巢組織中分離出來的；另外一個是HighFive, 最初是從粉紋夜蛾(又稱為甘藍銀紋夜蛾)(cabbageIooper)的成熟卵巢組織中分離到的細胞株。

Sf9/Sf21和HighFive兩種細胞系都能以貼壁或懸浮狀態生長。通過感染在培養板或培養瓶中生長的 Sf9/Sf21或 HighFive細胞，可以很方便地實現實驗室規模的蛋白質生產的目的。昆蟲細胞培養的條件和方法與哺乳動物細胞的培養方法不太一樣，昆蟲細胞的培養溫度是25-30℃，最適溫度是28℃而不是37℃；另外，Sf9/ Sf21和HighFive細胞貼壁不緊, 在傳代培養時不需要EDTA或yi酶(trypsin)處理；昆蟲細胞的生長也不需要CO2培養箱，因為昆蟲細胞培養液通常是用磷酸鹽而不是碳酸鹽作為緩沖液。Sf9/Sf21和HighFive細胞都可以在有或沒有血清的培養液中生長。多種不同的昆蟲細胞培養液都能夠從多個不同的制造商買到，其中包括Express*tems、Invitrogen(GIB-CO)、HyClone和Sigma-Aldrich。有血清培養液主要有Grace's insect cell culture medium，TNM-FH，IPL-41,TC-100和Schneider's insect medium等，而無血清培養液主要有SF-900II SFM，SF-900III SFM和Express-Five SFM等特別適合蛋白的大規模表達。需要指出的是，Sf9/Sf21和HighFive細胞都會傾向于逐漸適應某種特定的培養液，如果突然將它們的培養液從有血清培養液變為無血清培養液時往往會導致培養細胞的損失。因此通常建議采用"緩慢培養液更換法"，如在連續傳代中，應該將無血清培養液的比例從0% 依次升高至25%、50%、75%，直至100%。即使使用這種相對緩慢的血清戒除法，當將細胞剛剛置于不含血清的培養液時，這些細胞也會經歷短暫的生長停止或生長緩慢，但這些細胞會在新培養液中緩慢生長12天后恢復至正常的生長速率。"緩慢培養液更換法"不僅可實現從有血清培養液到無血清培養液的轉換，還可以用于將昆蟲細胞從一種無血清培養液轉移到另一種無血清培養液。
昆蟲細胞可作為桿狀病毒感宿主而進行高水平的外源蛋白的表達，來自昆蟲桿狀病毒表達系統的重組蛋白通常具有正確的翻譯后修飾和生物學活性，其翻譯后蛋白修飾狀態與哺乳動物類似，當然這種加工與哺乳動物細胞對蛋白質的加工并不總是相同，比較明顯的一個例子就是蛋白的N-糖基化修飾有所不同。Invitrogen將一個最初命名為SfSWT-I的源于Sf9細胞的轉基因昆蟲細胞系命名為Mimic Sf9, 該細胞系具有更完整的N-糖基化途徑，在含有血清的培養液中能夠表達出人源化的重組糖蛋白。

2. 昆蟲桿狀病毒表達系統
與大腸桿菌、酵母和哺乳動物細胞等其它常用的重組蛋白表達系統相比，昆蟲桿狀病毒表達系統具有以下du特的優點：
(1) 與大腸桿菌表達系統相比，對于某些容易在大腸桿菌表達系統中由于二硫鍵錯誤配對或者缺乏蛋白翻譯后修飾(如磷酸化和糖基化等)而形成包涵體的蛋白，在大多數情況下，在昆蟲表達系統中高水平表達的重組蛋白往往可溶，而且能折疊正確，并且含有對某些蛋白活力所必須的翻譯后修飾(如磷酸化和糖基化等)。
(2) 與酵母和哺乳動物表達系統等其它真核表達系統相比，外源基因表達水平高，非常適應大規模表達所需的高密度懸浮培養，而且比較容易分離純化。
(3) 昆蟲細胞由于懸浮生長，容易進行放大培養，從而可進行大規模的重組蛋白表達純化，昆蟲桿狀病毒表達系統廣泛應用于科研和工業生產領域，重組蛋白產量最高可達1g/L。
(4) 昆蟲細胞可用于同時表達多種重組蛋白，可通過多種重組病毒同時感染昆蟲細胞或用含有多個表達框的一種病毒感染昆蟲細胞來實現。所以該系統特別適合表達多亞基的蛋白復合物以進行蛋白的結構功能研究等。
(5) 生物安全性高。昆蟲桿狀病毒具有嚴格的宿主范圍，通常僅限于非脊椎動物，因此具有生物安全性高這一特點。

3. Bac-to-Bac桿狀病毒表達系統
Bac-to-Bac桿狀病毒表達系統是由Luckow等人于1993年發展的一種快速有效產生重組桿狀病毒的方法，也是到目前為止使用最為廣泛的昆蟲桿狀病毒表達系統。該系統主要包括以下兩個組分：(1) 用于插入目的基因的pFastBac載體，在該系列載體中，目的基因的高水平表達由Autographa californica多核多角體病毒(multiple nuclear polyhedrosis virus, AcMNPV)的多角體啟動子(polyhedrin(PH)promoter)驅動。載體多克隆位點的兩側均為Tn7元件，同時還含有一個慶大mei素抗性基因(gentamicin resistance gene)和形成mini Tn7所需的SV40 polyA signal。(2)含桿狀病毒穿梭載體bacmid (bMON14272, 136kb)和輔助質粒(helper plasmid，用于表達轉座必須的轉座蛋白) pMON7124的大腸桿菌DH10Bac宿主菌株。Bac-to-Bac昆蟲桿狀病毒表達系統利用遺傳轉座(genetic transposition)得到重組病毒。DH10Bac宿主包含的bacmid bMON14272含小型F復制子，卡那mei素抗性基因，mini-attTn7位點和lacZα互補因子(可通過藍白斑篩選)；輔助質粒pMON7124包含四環素抗性和tnsABCD區域，該區域表達轉座反應所需的轉座蛋白。當pFastBac重組質粒轉化進入DH10Bac細胞后，pFastBac載體上的mini-Tn7位點和DH10Bac宿主菌中bacmid上的mini-attTn7位點之間發生轉座(transposition)，產生重組bacmid。該轉座會導致bacmid上的LacZ基因的破壞，因此可以通過在細菌培養平板上進行藍白斑篩選來鑒別含有重組bacmid的DH10Bac菌落，從白色菌落的DH10Bac克隆中可分離出含有編碼目的基因的重組bacmid DNA，后者進一步感染昆蟲細胞后可產生含有重組子的桿狀病毒即可啟動外源重組蛋白的表達。表達目的蛋白的桿狀病毒在被擴增和滴度測定后，高滴度的桿狀病毒即可用于感染昆蟲細胞以進行大規模的目的蛋白的表達。

4. Bac-to-Bac桿狀病毒表達系統進行目的蛋白表達的實驗步驟
(1)把目的基因克隆至pFastBac系列載體產生重組質粒。根據pFastBac系列載體的多克隆位點選做合適的酶切位點，按照讀碼框插入待表達的目的基因序列。最后通過測序驗證插入序列是否正確。

(2)轉化pFastBac重組質粒到DH10Bac大腸桿菌中，37℃培養48小時。可以選擇pFastBac1-EGFP (D2802)作為對照質粒，可以選購DH10Bac甘油菌(D0346)用于制備感受態細胞。轉化后利用藍白斑篩選重組菌株。重組菌株由于轉座會導致LacZ基因的破壞而呈現白斑，用于藍白斑篩選的LB瓊脂糖平板應含有50μg/ml卡那mei素，7μg/ml慶大mei素，10μg/ml四環素，40μg/ml X-gal和40μg/ml IPTG。

(3)選做：挑取白斑，重新劃線以確認獲得的白色克隆是真實的白斑。平板含有50μg/ml卡那mei素，7μg/ml慶大mei素，10μg/ml四環素，40μg/ml X-gal和40μg/ml IPTG，37℃培養過夜。

(4)挑取白斑，培養過夜。須使用含有50μg/ml卡那mei素，7μg/ml慶大mei素和10μg/ml四環素的LB培養液。

(5)小量抽提試劑盒提取重組bacmid DNA。推薦使用桿狀病毒穿梭載體bacmid小量提取試劑盒(D0031)提取重組bacmid DNA。重組Bacmid DNA應該分裝凍存于-20℃，因為反復凍融會導致bacmid斷裂等從而顯著降低其轉化效率。如兩星期內使用，可保存于4℃。

(6) 重組bacmid的PCR鑒定。利用 PCR反應對陽性克隆進行進一步的驗證。PCR 反應所用引物為pUC/M13 forward primer (5'-CCCAGTCACGACGTTGTAAAACG-3')，和pUC/M13 reverse primer (5'-AGCGGATAACAATTTCACACAGG-3')。沒有發生轉座的bacmid其所擴增所產生的片段長度為350bp，重組bacmid擴增所產生的片段的長度為350bp加上插入片段的長度。

(7)重組bacmid轉染昆蟲細胞。推薦使用生產的昆蟲轉染試劑LipoInsect? (C0551)，將提取的重組Bacmid轉染進入昆蟲細胞。建議使用Grace's Insect Cell Culture Medium培養液進行轉染，轉染時如果使用的昆蟲轉染試劑LipoInsect?，實驗步驟請嚴格按照其說明書進行。轉染后，28℃培養24小時，細胞和細胞核開始變大；轉染后24-72小時，細胞慢慢停止生長、脫落，細胞表面長出芽孢狀結構；轉染后72小時候細胞開始裂解，此時病毒開始釋放到培養液中。如果同時轉染了pFastBac1-EGFP (D2802)，在轉染72小時后可以觀察到大部分細胞呈現綠色熒光，轉染后96小時幾乎所有的細胞都呈現綠色熒光，這樣可以作為整個病毒包裝體系的陽性對照。

(8)收集P1代桿狀病毒。轉染96小時后，收集培養液上清，500g離心5分鐘以沉淀細胞和細胞碎片，取上清即為P1代桿狀病毒。此時病毒滴度通常為1X106-1X107pfu/ml。P1代病毒可短期保存于4℃，或分裝于含2% FBS的培養液中后在-80℃較長期保存。反復凍融會大大降低病毒活力，其滴度有可能降低10至100倍。

(9)P1代桿狀病毒的擴增。P1代病毒再次感染昆蟲細胞可獲得P2代病毒。如果采用懸浮培養的昆蟲細胞進行病毒擴增，建議使用10ml培養液并且控制細胞密度為2X106/ml；如果使用6孔板貼壁培養的細胞進行擴增，細胞密度應為2X106/well，MOI (multiplicity of infection)為0.05-0.1(即每100個細胞用5-10pfu的病毒進行感染)。28℃培養48-72小時后，70-80%的細胞死亡時，收集細胞和上清，500g離心5分鐘，取上清即為P2代病毒。此時病毒滴度約為1X107-1X108pfu/ml?？墒占静襟E離心后的細胞碎片沉淀，加入適量的1X SDS-PAGE蛋白上樣緩沖液(P0015A)，裂解后進行SDS-PAGE凝膠電泳及Western blot檢測，以分析確定目的蛋白是否已經正常表達。
(10)選做：P2代桿狀病毒的擴增。如果P2代病毒滴度仍然偏低，可對P2代病毒再次進行擴增，擴增方法同P2代病毒的擴增方法。P2代病毒感染昆蟲細胞后最終會獲得滴度更高的P3代病毒。
(11)病毒感染昆蟲細胞進行目的蛋白的大規模表達?？蛇x擇Sf9/Sf1/HighFive的任何一種細胞株進行蛋白大規模表達。但如果表達的是分泌蛋白，建議選用HighFive。建議在昆蟲細胞的對數生長期進行病毒感染，此時細胞密度在1X106/ml -2X106/ml為佳，MOI可從5-10開始嘗試。建議在不同的時間階段，如感染后24、48、72或96小時收集細胞，裂解細胞，SDS-PAGE并進行Western Blot檢測以確定最佳的停止蛋白表達的時間。因為昆蟲細胞內有很多蛋白酶，表達時間過長會導致目的蛋白的降解。分泌蛋白的表達高峰通常在感染后30-72小時，而非分泌蛋白的表達高峰通常在感染后48-96小時。

5. 目的蛋白的純化
利用pFastBac1進行目的蛋白的表達的時候，根據蛋白純化方式的需要以及融合表達目的蛋白以提高其表達量的需要，可以在質粒構建時添加His標簽或GST標簽。為了防止額外添加的His和GST等蛋白標簽影響目的蛋白的生物學功能和結構研究，可在融合蛋白和標簽之間添加蛋白酶酶切位點，如TEV或PreScission的酶切位點。昆蟲表達蛋白的純化步驟和大腸桿菌表達蛋白的純化步驟基本一致。如果蛋白主要以可溶形式表達，離心收集昆蟲細胞，超聲裂解細胞，但由于昆蟲細胞內蛋白酶種類比較多，需要添加各種蛋白酶抑制劑。離心收集超聲后上清，使用鎳柱或GST柱等純化目的蛋白。推薦使用BeyoGold? His-tag Purification Resin (P2210/P2218/P2220)進行His標簽蛋白的純化，推薦使用BeyoGold? GST-tag Purification Resin(P2250/P2251/P2253/P2255) 進行GST標簽蛋白的純化，同時可以利用離子交換、分子篩層析等進一步純化目的蛋白。可以使用PreScission Protease (P2302/P2303)或者TEV Protease (P2307/P2308)進行柱上酶切或者洗脫后酶切(如果使用TEV Protease，我們推薦使用洗脫后酶切)以取代蛋白標簽。純化獲得的蛋白，可以添加適量甘油后保存，或者如果有需要也可以適當濃縮后保存等。